Методы введения чужеродной днк в клетки грибов. Новый метод значительно улучшает доставку днк в клетки
Процесс введения рекомбинантной ДНК в бактериальную клетку называется трансформацией . Результатом трансформации является приобретение клеткой-хозяином новых последовательностей ДНК и, следовательно, новых фенотипических признаков, например - устойчивости к определенным антибиотикам. Клетка-хозяин, используемая в таких экспериментах, должна иметь определенный фенотип, в частности r - , т.е. в ней не должно быть ферментов рестрикции; онадолжна быть неспособна к общей рекомбинации (recA -) , чтобы экзогенная ДНК не модифицировалась в результате гомологичной рекомбинации. Одна из самых широко используемых для этих целей культур – это лабораторный штамм бактерий E.coli – штамм К12.
Клетки, способные поглощать чужеродную ДНК, называются компетентными. Компетентность E. coli необходимо индуцировать, а некоторые другие бактерии обладают этим свойством изначально. Долю компетентных клеток можно повысить, используя специальную питательную среду или условия культивирования. Для бактерий, устойчивых к химическим индукторам компетентности или не обладающих природной компетентностью, применяются другие системы доставки ДНК.
Самыми часто применяемыми в лабораторной практике приемами трансформации бактериальных клеток являются:
Трансформация E.coli с помощью обработки хлоридом кальция;
электропорация – увеличение проницаемости клеток под воздействием импульса тока длительностью ~4,5 мс;
Результаты трансформации можно оценивать количественно: определяя либо частоту , либо эффективность трансформации.
Частота трансформации – доля клеток в клеточной популяции, получивших чужеродную ДНК; выражается числом трансформантов к общему числу клеток.
Эффективность трансформации - число трансформантов в расчете на 1 мкг ДНК, взятой для трансформации.
Информация по клонированию рекомбинантных ДНК с помощью плазмидного вектора pBR322, изложенная в данном разделе, суммирована в виде схемы эксперимента и представлена на рисунке 20.
Рис. 20. Клонирование ДНК в плазмидном векторе pBR322
1, 2, 3, 4 и 5 – этапы процедуры клонирования (см. текст).
1. ДНК pBR322 разрезают эндонуклеазой рестрикции PstI в участке, определяющем устойчивость к ампициллину.
2. Фрагменты донорной ДНК, также полученные с помощью PstI и имеющие липкие концы, как и линеаризованный вектор pBR322, с помощью ДНК-лигазы сшивают с векторной ДНК. Следствием образования такой конструкции является деструктурирование гена, обеспечивающего устойчивость к ампициллину. Таким образом, созданная рекомбинантная ДНК при введении в клетки E.coli не сможет обеспечить им выживание на среде с ампициллином.
3. Клетки E.coli трансформируют рекомбинантной ДНК.
4. Суспензию клеток после проведения процедуры трансформации высевают на чашки с агаром и питательной средой, содержащей антибиотик тетрациклин. На этом этапе происходит селекция, т.е. отбор клеток, которые способны расти на среде с тетрациклином. Выросшие на этом агаре клетки содержат рекомбинантную ДНК и ДНК pBR322, в которую не встроилась вставка донорной ДНК, т.е. восстановилась первоначальная структура вектора.
5. Индивидуальные колонии клеток E.coli , выросшие на чашке с тетрациклином пересевают на чашки две чашки, одна из которых содержит агар с ампициллином, а вторая – с тетрациклином. Клетки, содержащие рекомбинантную плазмидную ДНК, растут только на агаре с тетрациклином, поскольку ген, обеспечивающий устойчивость к ампициллину у них деструктурирован за счет встраивания донорной ДНК. В то время как клетки с исходной, т.е. восстановленной векторной ДНК pBR322 растут на обеих чашках, поскольку гены устойчивости к обоим антибиотикам находятся в нативном, т.е. в исходном состоянии.
Из клеток отобранных клонов E.coli экстрагируют плазмидную ДНК и анализируют ее структуру.
Другие плазмидные векторы
Эпоха вектора pBR322, начатая Боливаром и Родригесом в самом начале 80-тых годов ХХ-го столетия, продолжается и по сей день. Однако, при всей своей надежности и классическом соответствии всем необходимым для векторов требованиям, этот вектор имеет всего несколько удобных сайтов для клонирования. Кроме того, отбор трансформированных клеток в экспериментах с рекомбинантными ДНК на его основе занимает много времени. Возникла необходимость разработки альтернативных, более совершенных, систем клонирования. Так была создана группа векторов семейства pUC. В названии векторов этого семейства буквы ”U” и “C” – это первые буквы от слов University of California . Исследователями этого университета была создана серия векторов, имебющих важную черту– наличие в структуре ДНК встроенного синтетического полилинкера , который представляет собой последовательность нуклеотидов, составленную из сайтов узнавания ряда эндонуклеаз рестрикции, уникальных для данного вектора - MCS (Multiple Cloning Sites). Названия индивидуальных векторов из семейства pUC отличаются двузначным числом, а первичная структура разных векторов отличается составом сайтов MCS MCS – Multiple Cloning Sites в полилинкере.
Рассмотрим подробнее особенности векторов, входящих в эту группу, на примере вектора pUC19 (рис. 21).
Плазмида pUC19 имеет длину 2686 п. н. и содержит: ген устойчивости к ампициллину; регулируемый сегмент гена β-галактозидазы (lacZ") лактозного оперона E.coli, ген lacI, кодирующий репрессор, который контролирует экспрессию гена lacZ"; полилинкер - короткую последовательность с множеством уникальных сайтов узнавания для эндонуклеаз (EcoRI, SacI, КрпI, ХmаI, SmaI, BamHI, XbaI, SalI, HinсII, AccI, BspMI, PstI, SphI и HindIII); точку начала репликации плазмиды ColE1.
Рис. 21. Плазмидный вектор pUC19
Объяснение к карте дано в тексте.
Присутствие в плазмиде pUC19 гена, обеспечивающего устойчивость к ампициллину, позволяет отбирать клоны E.coli, содержащие данный вектор или рекомбинантные ДНК на его основе на питательных средах с этим антибиотиком. Такие модульные элементы структуры рассматриваемого вектора как lacZ" , lacI и MCSдают возможность ускорить и интенсифицировать процедуру селекции клонов с рекомбинантными ДНК.
Если клетки, содержащие немодифицированную плазмиду pUC19, выращивать в присутствии изопропил-β-D-тиогалактопиранозида (ИПТГ), который является индуктором lac- оперона, то продукт гена lacI, так называемый репрессор , не сможет связаться с промоторно-операторной областью гена lacZ", и как следствие будут происходить транскрипция и трансляция плазмидного фрагмента гена lacZ". Продукт этого фрагмента свяжется с белком, кодируемым хромосомной ДНК (α-комплементация ), и в результате образуется активная ß-галактозидаза. Последовательность с множеством сайтов рестрикции (полилинкер) встроена в ген lacZ" так, что она не влияет на продукцию функциональной β-галактозидазы, и если в среде присутствует ее субстрат 5-бром-4-хлор-3-индолил-β-D-галактопиранозид (X-Gal), то он будет гидролизоваться под действием этого фермента с образованием продукта синего цвета, окрашивающего колонии клеток, содержащих немодифицированную, т.е. без вставки чужеродной ДНК, плазмиду pUC19 (рис. 22).
Рис. 22. Последовательность процедур клонирования ДНК в векторе pUC19.
1, 2, 3 и 4 – этапы клонирования (см. текст)
1. Донорную ДНК обрабатывают одной из эндонуклеаз рестрикции, для которой имеется сайт в полилинкере. Векторную ДНК pUC19 обрабатывают тем же ферментом
2. Лигирование линеаризованного вектора и вставки с помощью ДНК-лигазы Т4.
3. После процедуры лигирования инкубационной смесью проводят трансформацию клеток, способных к α-комплементации, которые могут синтезировать ту часть ß-галактозидазы (LacZα), которая соединяется с продуктом гена lacZ" с образованием активного фермента.
4. Обработанные клетки высевают на питательную среду с ампициллином, ИПТГ и субстратом для ß-галактозидазы. Нетрансформированные клетки не могут расти в присутствии ампициллина, а клетки, несущие интактную плазмиду, образуют на среде с ампициллином колонии синего цвета. Клетки-хозяева, несущие гибридную, т.е. рекомбинантную, плазмиду, образуют на той же самой среде белые колонии. Это связано с тем, что обычно при встраивании в полилинкер чужеродной ДНК не может образовываться полноценный продукт гена lacZ" , и, следовательно, в процессе α-комплементации не образуется активная ß-галактозидаза, расщепляющая субстрат X-Gal до продукта, который и обеспечивает окрашивание клеток колоний в синий цвет.
Векторы на основе бактериофага λ
Плазмидные векторы позволяют клонировать фрагменты ДНК, размеры которых не превышают 10 т.п.н. Однако для решения задачи клонирования хромосомной ДНК даже небольшого организма, например – бактерии, необходимо создавать полные коллекции фрагментов этой ДНК, поэтому часто приходится работать с более крупными фрагментами. Для этого были разработаны векторы на основе бактериофага λ Ε. coli.
При проникновении фага λ в клетки E.coli. существуют два альтернативных пути развития событий:
1. Литический цикл – фаг начинает активно размножаться и примерно через 20 минут клетка разрушается с высвобождением до 100 новых фаговых частиц.
2. Состояние лизогении – фаговая ДНК включается в хромосому E.coli как профаг и реплицируется в клетке вместе с нормальными бактериальными клетками. Однако при неблагоприятных условиях (нехватка питания) запускается литический цикл (рис. 23):
1. При репликации кольцевой ДНК бактериофага λ образуется линейная молекула, состоящая из повторяющихся сегментов длиной примерно 50 т.п.н. Каждый из этих сегментов представляет собой полноразмерную фаговую ДНК, фланкированную липкими cos -сайтами - одноцепочечными 5"-«хвостами» из 12 нуклеотидов. Их называют липкими (cos ) концами, поскольку они взаимно комплементарны и могут спариваться друг с другом подобно липким концам рестрикционных фрагментов.
2. Фаговая головка вмещает один такой сегмент, затем к головке присоединяется уже собранный отросток.
Рис. 23. Литический путь развития бактериофага λ
1 – упаковка в головку фага одного сегмента полноразмерной фаговой ДНК; 2 – сборка полноценной фаговой частицы.
Размер ДНК фага λ составляет примерно 50 т. п. н., причем значительная ее часть (около 20 т. п. н.) несущественна для размножения фага и отвечает за его встраивание в хозяйскую ДНК. В связи с этим возникла идея, что ее можно заменить фрагментом другой ДНК эквивалентного размера. Образующаяся рекомбинантная молекула будет реплицироваться в клетке как ДНК «рекомбинантного" фага, “вставшего" на литический путь развития. Рекомбинантные молекулы упаковывают в головки бактериофага λ in vitro и после добавления отростков получают инфекционные фаговые частицы (рис. 24).
Рис. 24. Использование векторов на основе фага λ для клонирование фрагментов ДГК в клетках Ε. сoli .
Приготовление экстрактов для осуществления упаковки in vitro ДНК фага λ проводят с помощью двух штаммов E.coli , каждый из которых лизогенен в отношении определенного мутантного штамма фага λ (рис. 25). Один из мутантов не способен синтезировать белок А (один из полипептидов фаговой терминазы), другой – белок Е (белок головки фага). Оба этих белка необходимы для упаковки ДНК фага λ. “А”- и “Е”-экстракты смешивают и добавляют конкатемерную (сегменты полноразмерной фаговой ДНК, полимеризованные по cos -сайтам) ДНК фага, которая связывается с терминазой прежде, чем происходит разрезание в cos -сайтах, и упаковывается в фаговые головки.
Рис. 25. Упаковка in vitro ДНК фага λ
При упаковке молекулы ДНК длиной менее 38 т.п.н. получается неинфекционная фаговая частица, а фрагменты длиной более 52 т, п. н. не умещаются в головку. Сегменты длиной 50 т. п. н. в линейной молекуле ДНК разделены cos-сайтами, и именно по этим сайтам разрезается молекула, когда очередной сегмент заполняет головку. Разрезание осуществляет фермент, находящийся у входа в головку.
Процесс введения рекомбинантной фаговой ДНК со встроенным фрагментом чужеродной генетической информации в клетки-реципиенты основан на естественном природном явлении – трансдукции фаговой ДНК.
Трансдукция (лат. transduction - перемещение) представляет собой процесс переноса бактериальной ДНК из одной клетки в другую бактериофагом. Таким образом, трансформация бактериальных клеток с помощью рекомбинантных ДНК на основе фаговой ДНК не требует специальной подготовки клеток-реципиентов или какого-либо специального приборного оснащения.
Для поиска клеток, содержащих фаги с рекомбинантными ДНК, используют методы молекулярной гибридизации и иммунологический скрининг, которые рассмотрим в следующем разделе.
Все методы получения ГМО делят на прямые (безвекторные) и непрямые (векторные).
Все прямые способы получения трансгенных животных имеют ряд существенных недостатков : трудоемкость, использование дорогостоящего оборудования и реактивов, зачастую случайная встройка молекул ДНК в геном клеток трансформируемых животных, большое количество гибнущих после трансформации клеток, мозаичность по введенному трансгену.
Значительным преимуществом использования прямых методов является довольно высокая эффективность переноса чужеродной ДНК, то есть удается перенести трансген в большее, чем при непрямых методах, количество клеток.
Требования к векторной ДНК, ее состав
Вектор - молекула ДНК или РНК, состоящая из двух компонентов: векторной части (носителя) и клонируемого чужеродного гена . Задача вектора - донести выбранную ДНК в клетку-рецепиент, встроить ее в геном, позволить идентификацию трансформированных клеток, обеспечить стабильную экспрессию введенного гена.
Таким образом, вектор должен быть небольшим, способным поддерживаться в клетке-хозяине (реплицироваться), многократно копироваться (ампфлицироваться), экспрессировать соответствующий ген (содержать соответствующие регуляторные последовательности), должен иметь маркерный ген, позволяющий различать гибридные клетки для эффективной селекции их; должен быть способен передаваться в клетку соответствующего организма.
Вместе с геном интереса в клетку-реципиент вводят маркерные гены , необходимые для определения трансгенности организма.
Можно выделить 2 группы маркерных генов, позволяющие отличить трансформированные клетки:
- 1. Селективные гены, отвечающие за устойчивость к антибиотикам (канамицину, тетрациклину, неомицину и др.), гербицидам (у растений). Это могут быть гены ауксотрофности по какому-либо субстрату и т.д. Основной принцип работы такого маркера - способность трансформированных клеток расти на селективной питательной среде, с добавкой определенных веществ, ингибирующих рост и деление нетрансформированных, нормальных клеток.
- 2. Репортерные гены, кодирующие нейтральные для клеток белки, наличие которых в тканях может быть легко тестировано.
Чаще всего в качестве репортерных используются гены в-глюкуронидазы (GUS), зеленого флюоресцентного белка (GFP), люциферазы (LUC), хлорамфениколацетилтрансферазы (CAT). К настоящему времени из этого арсенала наиболее часто используют гены GUS и GFP и, в меньшей степени, LUC и CAT. Используемый в настоящее время как репортерный ген GUS является модифицированным геном из Escherichia coli, кодирующим в-глюкуронидазу с молекулярной массой 68 кД. GUS активен в широком диапазоне условий среды с оптимумом при рН 5-8 и 37°С. Он может гидролизовать обширный спектр природных и синтетических глюкуронидов, что позволяет подбирать соответствующие субстраты для спектрофотометрического или флюориметрического определения активности фермента, а также для гистохимического окрашивания тканей in situ (например, в синий цвет). Фермент достаточно стабилен: он устойчив к нагреванию (время полужизни при 55°С составляет около 2 ч) и к действию детергентов. В процессе замораживания-оттаивания потери активности GUS не происходит. В составе химерных белков, созданных генно-инженерными методами, GUS обычно сохраняет свою функциональную активность. В живых клетках белок GUS также весьма стабилен и активен от нескольких часов до нескольких суток.
GFP (green fluorescent protein - зеленый флюоресцентный белок, или белок зеленой флюоресценции) был обнаружен Shimomura с соавт. в 1962 г. у люминесцирующей медузы Aequorea victoria. Ген GFP был клонирован в 1992 г. Prasher и соавт., и уже через несколько лет началось активное использование этого гена как репортерного в работах с самыми разными про- и эукариотическими организмами. В настоящее время ген GFP применяется в сотнях работ во всем мире, и число их стремительно нарастает. Столь быстрый рост вызван особыми свойствами белка GFP, а именно его способностью флюоресцировать в видимой (зеленой) области спектра при облучении длинноволновым УФ. Эта флюоресценция обусловлена непосредственно белком, для ее проявления не требуется субстратов или кофакторов. Благодаря этому свойству ген GFP является очень перспективным репортерным геном, позволяющим проводить разнообразные прижизненные (недеструктивные) исследования с трансгенными организмами.
Из морской анемоны Discosoma sp. недавно выделен еще один белок DsRed, флуоресцирующий в красном свете. Еще несколько аналогичных флюоресцирующих белков было выделено в самое последнее время учеными Российской академии наук из различных коралловых полипов порядка Anthozoa. Он может быть денатурирован очень высокой температурой, крайними значениями рН или сильными восстановителями типа Na2SO4. При возвращении к физиологическим условиям GFP в значительной степени восстанавливает способность к флюоресценции. В составе химерных белков, созданных генноинженерными методами, GFP обычно сохраняет свою функциональную активность. В живых клетках белок GFP также очень стабилен.
CAT - гены отвечают за синтез хлорамфениколацетилтрансферазы (выделены из Escherihia coli). Этот фермент катализирует реакцию переноса ацетильной группы от ацетил-КоА к хлорамфениколу. Определяется гистохимически, по изменению окраски ткани при добавлении соответствующего субстрата.
ДНК-вакцина (также генная вакцина, вакцина на основе нуклеиновых кислот) — генно-инженерная конструкция, которая после введения в клетку обеспечивает выработку белков патогенов или опухолевых антигенов и вызывает иммунную реакцию. Введение ДНК-вакцин в организм называют генетической иммунизацией. ДНК-вакцинация имеет ряд преимуществ по сравнению с обычными вакцинами. В частности показано, что такие вакцины обеспечивают не только выработки антител (гуморальный иммунитет), но и специфическую цитотоксическую ответ (клеточный иммунитет), ранее было достижимым только с помощью живых вакцин. Сегодня ДНК-вакцины не применяют для лечения человека, однако прогнозируется, что генетическая иммунизация поможет преодолеть целый ряд заболеваний.
История создания
Идея использовать фрагменты ДНК для вакцинации появилась в 50-60-е годы. После серии опытов было выяснено, что генетическая информация ДНК сохраняет способность транскрибироваться и транслироваться после переноса в другую клетку. В том же году обнаружили, введение животным генома вируса полиомиелита стимулирует выработку антител. Позже активацию гуморального иммунитета показали для молекул ДНК, полученных из неинфекционных агентов. Начиная с 90-х годов научные лаборатории начали все активнее исследовать иммуностимулирующие свойства ДНК. В 1992 году Танг вместе с коллегами показал, что ген гормона роста человека, встроенный в плазмиду, стабильно экспрессируется в организме мыши, а синтезированный гормон распознается иммунной системой как антиген и стимулирует выработку антител. Процесс ввода плазмидной ДНК для стимуляции гуморального иммунитета был назван Танго »генетическая иммунизация». Однако уже в следующем году другая группа ученых заявила, что введение плазмиды, кодирующей белки вируса гриппа, вызывает как гуморальный, так и клеточный ответ. Индукции обеих ветвей иммунитета того же года обнаружили и для плазмиды, содержащей гены ВИЧ. С 1995 года начали появляться данные, что ДНК-вакцинация способна активировать иммунную систему против раковых заболеваний. Около 20 лет назад состоялись первые клинические испытания ДНК-вакцин, которые в первую очередь должны были продемонстрировать безопасность нового метода. Пациентам вводили гены ВИЧ, вируса гриппа, герпеса, гепатита B, возбудителя малярии. Результаты всех тестов оказались вполне обнадеживающими: ДНК-вакцины стабильно експресувались, провоцировали иммунный ответ и не вызывали серьезных побочных эффектов, что послужило толчком для их дальнейшего исследования.
Конструирование ДНК-вакцины
По структуре ДНК-вакцина — это встроенная в вектор нуклеотидная последовательность, кодирующего определенный антиген или антигены. Вектором в генной инженерии называют молекулу нуклеиновой кислоты, которая служит для доставки генетического материала в клетки и обеспечивает его репликацию или экспрессию. Ранее для транспортировки генов в клетку применяли векторы на основе вирусов: модифицированного (ослабленного) вируса натуральной оспы, аденовирусов и ретровирусов. Вирусные векторы являются достаточно эффективными, однако имеют значительную вероятность развития побочных эффектов, связанную с относительно высокой иммуногенностью самого вектора. Поэтому на сегодня в качестве вектора чаще используют бактериальную плазмиду — небольшую стабильную кольцевую молекулу ДНК, способную к автономной репликации. Сама по себе плазмида не вызывает нужной специфического иммунного ответа, для этого у нее вшивают гены иммуногенных белков. Также ДНК-вакцина должна содержать регуляторные последовательности, необходимые для экспрессии генов в клетках эукариот. Готовую ДНК-конструкцию доставляют в бактериальную клетку, где наращивается количество ее копий. После этого проводят выделения и очистки плазмид, которые несут нужную вставку.
Дизайн плазмидного вектора
Важным этапом создания ДНК-вакцин является дизайн (конструирование) вектора. Обязательными структурами плазмидного вектора есть сайты рестрикции, селективный маркер и точка начала репликации ДНК-вакцины в бактериальной клетке. Чтобы осуществлялся синтез антигена, ДНК-вакцина должна содержать промотор и сигнал полиаденилирования. Промотор является важным фактором эффективности вакцины, поскольку определяет силу иммунного ответа: чем больше экспрессия гена, кодирующего вирусный или опухолевый антиген, тем сильнее иммунный ответ. Чаще всего используют промотор вируса SV40 или цитомегаловируса (CMV). Для стабилизации мРНК-транскриптов в плазмиду встраивают сигнал полиаденилирования, чаще всего, полученный из гена гормона роста быка (BGH) или вируса SV40. В качестве селективных маркеров выбирают бактериальные гены устойчивости к антибиотикам, часто это ген устойчивости к канамицину. При конструировании ДНК-вакцин наиболее популярна точка начала репликации Escherichia coli.
Выбор гена для иммунизации
Вектор является важным компонентом ДНК-вакцины, однако ее иммуногенность определяется именно вставкой — последовательностью ДНК, кодирующей антиген. Среди вирусных антигенов для иммунизации лучше всего подходят белки слияния — это относительно консервативные белки, которые обеспечивают проникновение вируса в клетку. Для вакцинации против грамположительных бактерий в плазмидный вектор целесообразно встраивать гены тех бактериальных белков, которые определяют патогенез заболевания. Среди белков грамотрицательных бактерий высокую имунногенисть имеют погрузится. Для терапевтических противоопухолевых ДНК-вакцин используют белки-маркеры раковых клеток.
Способы доставки ДНК-вакцин в клетку
Готовую вакцину нужно доставить в организм человека или животного, где ее точка назначения — антиген-презентуя клетки (АПК) — макрофаги, дендритные клетки, В-лимфоциты. Здесь будет происходить синтез и посттрансляционной модификации антигенной, после чего он будет встроен в мембрану клетки, чтобы привлечь внимание иммунной системы. Основа проблема заключается в доставке достаточного количества плазмиды в АПК. Методы доставки генетического материала в клеточную разделяют обычно на 2 группы: вирусные и невирусные. Поскольку вирусные векторы имеют ряд существенных недостатков, в данном разделе представлены только невирусные методы доставки ДНК-вакцин.
Микроинъекция
В начале 1990-х для ввода ДНК в клетку наиболее распространенным были внутримышечные микроинъекции, что обусловлено простотой метода. Для этого ДНК растворяют в воде или изотоническом растворе, при необходимости добавляют адъювант (вещество, усиливающее иммунный ответ). Далее с помощью тонкой стеклянной трубки раствор вводят в мышечную ткань, где роль АПК выполняют дендритные клетки. Попав в ядро дендритной клетки вакцина начинает экспрессироваться и происходит синтез белков-антигенов. С помощью микроинъекций ДНК можно вводить подкожно, в тимус, печень, опухолевую ткань, однако именно в мышечной ткани наблюдается наиболее длительная (до года) экспрессия ДНК-вакцины. Благодаря высокой концентрации клеток Лангерганса (подтип дендритных клеток), привлекательной мишенью для ДНК-вакцинации является кожа. Для интрадермального (подкожного) введения используют массив с микроигл, длина которых несколько сотен микрон. Существуют различные варианты интрадермальном вакцинации. Проще включая разрыхления массивом микроигл рогового слоя кожи (внешний слой кожи, обычно 10-20 мкм), чтобы увеличить ее проницаемость для дальнейшего местного введения раствора ДНК. Более эффективным является использование микроигл, покрытых сухой вакциной, которая растворяется уже под кожей. Эффективность этого метода обычно низкая, поскольку сначала ДНК попадает в межклеточное пространство, а уже потом включается в клетки.
Электропорация
Электропорация — традиционный подход для доставки ДНК в бактериальные клетки и культуры клеток, основанный на применении электрического импульса. Такой импульс создает поры в клеточной мембране, что способствует вхождению отрицательно заряженной ДНК. Этот способ был заимствован для доставки ДНК-вакцины в организм животных и человека и позволяет значительно повысить эффективность обычной инъекции. Прибор для электропорации содержит источник электрического тока и одноразовую сетку, которая состоит из шприца и игл-электродов. Шприц вводит вакцину в мышечную ткань, а электроды создают электрическое поле, которое облегчает вхождение ДНК в миоциты и дендритные клетки. На сегодня разработаны устройства, которые позволяют повысить эффективность вакцинации в 1000 раз по сравнению с обычной инъекцией. Электропорации можно применять как для внутримышечного, так и для подкожного введения ДНК-вакцины. Недостатками являются незначительная болезненность в месте инъекции, потребность в специализированных устройствах. Вместо электрического поля можно использовать магнитное. Такие устройства действуют по тому же принципу, однако в этом случае процедура полностью безболезненной и менее повреждает клетки.
Действие электрического поля не только усиливает поглощение ДНК-вакцины клетками, но и стимулирует выработку иммунного ответа. Применение электропорации приводит к незначительному повреждению ткани — развивается локальный воспалительный процесс. Повреждении клетки выделяют хемокины, поэтому к ним направляются макрофаги, лимфоциты и дендритные клетки. Увеличение концентрации иммунных клеток в месте введения вакцины повышает ее эффективность.
Сонопорация
Сонопорация — метод переноса чужеродной ДНК в клетки с помощью ультразвука. Ультразвук увеличивает проницаемость клеточной мембраны, вследствие чего экзогенная ДНК легче проникает в клетку. Впервые сонопорация для переноса генов в клетку была применена в 1986 году. Этот метод применяется для ввода молекул ДНК в клетки роговицы, мозга, костной ткани, почек, поджелудочной железы, эмбриональной ткани, скелетных и сердечной мышц. Относительно других методов сонопорация является малоисследованной, необходимо еще немало усилий, чтобы повысить ее эффективность, особенно на уровне целого организма.
Баллистическая трансфекция
Баллистическая трансфекция основывается на обстреливания (бомбардировке) органов и тканей микрочастицами тяжелых металлов (золото, вольфрам) диаметром 1-3 мкм покрытых молекулами ДНК. Введена таким образом ДНК-вакцина экспрессируется в клетках-мишенях, а их продукты попадают в кровь. Для предоставления ускорение частицам используются похож на стрелковое оружие устройство — генный пистолет или генную пушку. Микрочастицы проходят через клеточные мембраны и переносят генетическую конструкцию непосредственно в ядро клетки. Глубина проникновения микрочастиц, как правило, невелика — до 1 мм, поэтому метод применяют преимущественно для трансфекции кожи или прилегающей хрящевой ткани. Особые условия обстрела позволяют микрочастицам проникать на глубину до 4-5 мм и переносить генные конструкции в волокна поперечно-полосатых мышц. Обычно клетки, находящиеся непосредственно по центру выстрела, погибают, в то время как в зоне 0,6-1 см от центра находятся наиболее удачно протрансформовани клетки. Эту технологию называют также биобалистикою или биолистикою.
Первый генный пистолет был создан группой ученых в период 1 983 и 1 986 годами с целью трансформации клеток растений. Это был пистолет, разработанный на основе устройства, для автоматического забивания гвоздей. На вольфрамовую шар наносили ДНК с репортерного (маркерным) геном и выстреливали ней в чашку Петри. Экспрессия репортерного гена свидетельствовала об эффективности иммунизации. На сегодня для доставки ДНК используют частицы из золота или серебра, так как они являются не токсичен для клетки, в отличие от вольфрамовых.
Под действием высокого давления
В 1999 году были разработаны инъекционные приборы, которые способны вводить ДНК-вакцину без использования иглы. Такие устройства работают благодаря силе Лоренца: небольшой мощный магнит создает значительное давление, проводит в действие поршень, который выбрасывает лекарственный препарат со скоростью звука. Изменяя силу тока можно выбирать глубину инъекции и дозировать лекарства. Процедура совершенно безболезненна и раньше использовалась для введения инсулина больным диабетом и при проведении масштабных вакцинаций. Существенным недостатком этого метода является то, что высокое давление теоретически может изменять структуру молекул, которые вводятся. Тем не менее, данную технологию введения продолжают совершенствовать, и на сегодня разработаны приборы, которые могут доставить ДНК на глубину до 16 мм.
В составе живого бактериального вектора
Живые бактериальные векторы — это штаммы Salmonela, Shigella или Listeria, которые несут мутацию в генах биосинтеза или инвазии, что устранение патогенность и способность сохранять свою жизнеспособность в организме хозяина или окружающей среде. Зато в геном бактерий встраивают нужные гены иммуногенных протеинов. Ослабленная бактерия вводится в организм пероральным путем (через рот, путем проглатывания) или интроназально (путем впрыскивания в носовое отверстие), поэтому этот способ вакцинации не требует ни оборудования. Кроме того, такое введение стимулирует иммунный ответ слизистой оболочки, важно, поскольку большинство патогенов попадают в организм через ротовое и назальный отверстия. Минуя желудок ослаблена бактерия попадает в тонкий кишечник. Далее бактерия проникает в Пеер бляшки — лимфоузлы кишечника. Оказавшись в середине пейеровы бляшек, бактерии становятся мишенью для макрофагов и подвергаются фагоцитозу. В цитоплазме макрофага происходит высвобождение бактерией ДНК-вакцины, после чего ДНК попадает в ядро, а бактерия обезвреживается иммунной системой.
Упаковка в липосомы
Липосома — шаровидные образования (около 100 нм в диаметре), состоящий из двойного липидного слоя. Липосомы полые внутри, которая обычно заполнена растворителем, но может использоваться для доставки различных веществ, в том числе и ДНК-вакцин. Их гидрофобный оболочка позволяет им сливаться с клеточными мембранами и переносить свое содержимое внутрь клетки. Использование липосом началось в 1965 г.., И это стало мощным двигателем развития бионанотехнологий.
Перспективным способом прямого ввода ДНК конструкции в клетки-мишени является доставка генетической конструкции в составе катионных липосом, построенных из положительно заряженных липидов. Катионные липосомы с отрицательно заряженной молекулой ДНК образуют ДНК-липидный комплекс — липоплекс. Преимущества применения таких комплексов — способность нести большой объем информации, неинфекцийнисть, кроме того, они просты и недороги в изготовлении. В 2003 были созданы чрезвычайно малы — милимикронни липосомы покрыты полимером полиэтиленгликолем, которые способны проносить терапевтическую ДНК через гематоэнцефалический барьер и доставлять ее в нейроны головного мозга, до этого было невозможным.
В составе полиплекс
Для введения в клетку ДНК-конструкций больших размеров (> 10 т.п.н.) используют полиплекс — системы, состоящие из положительно заряженных полимеров (поликатионив) и отрицательно заряженных молекул ДНК. Размер таких комплексов составляет менее 100 нм, что, с одной стороны, чем подвергает их на переваривание макрофагами (так они реагируют на частицы более 200 нм), а с другой стороны, они достаточно большие, чтобы не фильтроваться в почках.
Поликатионы конденсированных молекулу ДНК в комплексы, таким образом обеспечивают ее стабильность и защиту от действия нуклеаз. В качестве ДНК-связывающий полимеров могут служить катионные белки, синтетические гомополимера аминокислот (полилизины, полиаргинины), полисахарид хитозан, полиетиленамин. Обычно в составе полиплекс поликатион находится в избытке, в результате чего данный комплекс является растворимым и положительно заряженным. Если к полиплекс пришить лиганд к определенному клеточного рецептора, то ДНК-вакцину можно направлять в конкретный тип клеток. Процесс доставки генетического материала в составе полиплекс включает два этапа: внеклеточный (путь от места введения к клеткам-мишеням) и внутриклеточный (взаимодействие с клетками-мишеней, эндоцитоз, выход из эндосом, доставка в ядро). Первым барьером, который необходимо преодолеть комплекса, является кровь и внеклеточный матрикс. Поэтому подбираются такие физико-химические параметры полиплекс, чтобы увеличить его стабильность, избежать нежелательных взаимодействий с белками крови и иммунной реакции, вызванной химической природе поликатиону. Попав в клетки-мишени, полиплекс абсорбируется на плазматической мембране, поглощается путем эндоцитоза, после чего он должен покинуть эндосом и диссоциировать на катионный полимер и молекулу ДНК. Свободная ДНК направляется в ядро, а катионы полимер покидает клетку и выводится из организма.
| Характеристика наиболее распространенных методов доставки ДНК-вакцин | ||
| Метод | Преимущества | Недостатки |
| Внутримышечные или подкожные инъекции |
|
|
| Электропорация |
|
|
| Генный пистолет |
|
|
| Введение за счет высокого давления |
|
|
| Упаковка в липосомы |
|
|
Механизм развития иммунного ответа
Синтезированный в клетке антиген подвергается процессингу, после чего происходит его презентация иммунокомпетентных клеток. Процессинг — это расщепление антигенного протеина на иммуногенные пептидные фрагменты. Презентация означает подачу фрагмента антигена соединенного с молекулами главного комплекса гистосовместимости (MHC) иммунокомпетентных клеток. Различают два наиболее значимых класса этих молекул: МНС класса I (МНС-I) и МНС класса II (МНС-II). Для связывания с молекулами каждого класса антиген проходит подготовку в специализированных компартментах клетки. Эндогенные белки-антигены направляются на деградацию в протеасому, после чего представляются в комплексе с МНС-I на поверхности клетки. Здесь при встрече их распознают CD8 + T-клетки (Т-киллеры), которые реализуют цитотоксическое иммунный ответ. Экзогенные белки расщепляются лизомнимы протеазами, включаются в состав MHC-II и распознаются рецепторамиCD4 + Т-клеток (Т-хелперов). Последние вызывают как клеточную, так и гуморальный ответ.
Презентация антигена по пути МНС-I
ДНК-вакцинация предусматривает эндогенный синтез антигена, поэтому этот путь является преобладающим. Процессинг антигена по пути МНС-I проходит в несколько этапов. Синтезирован в ядре белок транспортируется в цитоплазму, расщепляется Протеасома на короткие пептиды — эпитопы, которые специальными белками-транспортерами антигенов (ТАР, transporter associated with antigen processing) переносятся в эндоплазматический ретикулум (ЭПР). В ЭПР каждый эпитоп сочетается с молекулой MHC-I, после чего образованный комплекс направляется в аппарат Гольджи (АГ) на гликозилирования. Оттуда комплекс в составе везикулы стремится к плазматической мембраны. После слияния везикулы с плазмалемме комплекс оказывается на поверхности клетки, где распознается рецепторами Т-киллеров, которые обладают цитотоксической активностью.
Презентация антигена по пути МНС-II
Основным источником пептидов, связываются с МЧС-II являются экзогенные белки, которые попали в клетку с помощью эндоцитоза. Однако показано, что некоторые внутриклеточные белки также могут быть представлены в комплексе с МЧС-II. При этом новосинтезированные белки после попадания в цитоплазму переносятся в лизосомы, где антиген расщепляется под действием кислых протеаз. После этого лизосома, содержащий эпитопы, сливается с везикулой, которая несет молекулу МЧС-II. Внутри объединенной везикулы образуется комплекс эпитоп-МЧС-II, после слияния везикулы с плазмалемме выносится на поверхность клетки. Здесь этот комплекс распознается рецепторами Т-хелперов, в результате чего происходит их активация. Это приводит к стимуляции как клеточного (активация Т-киллеров), так и гуморального иммунитета (активация В-лимфоцитов).
Традиционная вакцинация растворимыми белковыми антигенами нацелена на мобилизацию T-хелперов. Сравнительно низкая ответ Т-хелперов является одним из недостатков ДНК-вакцин. Также нынешнее поколение ДНК-вакцин не способно индуцировать продукцию высоких титров антител. Чтобы повысить активацию Т-хелперов, антиген нужно перенаправить на путь МЧС-II. Для этого в ДНК-вакцину встраивают сигнал лизосомной локализации синтезированный антиген будет направляться в лизосомы, а значит ступать на путь МЧС-II
Стратегии повышения эффективности ДНК-вакцины
Главный вопрос относительно будущего ДНК-вакцин касается повышения их эффективности. В настоящее время проводится большое количество исследований, посвященных оптимизации разработанных ДНК-вакцин. Поиск решения ведется в двух направлениях: повышение экспрессии вакцины и увеличение иммуногенности закодированного антигена.
Оптимизация транскрипционных элементов
Важным компонентом ДНК-вакцины промотор. Бактериальные промоторы не подходят для экспрессии антигенной в клетках млекопитающих, поэтому вместо них использовали промоторы онкогенных вирусов. Сейчас для повышения безопасности вакцин их заменили на промоторы от неканцерогенных объектов, например, человеческого цитомегаловируса (CMV). Для большинства ДНК-вакцин этот промотор является оптимальным выбором: он характеризуется высокой экспрессией в широком диапазоне клеток. Для экспрессии гена в конкретных тканях, перспективным является использование промоторов, специфических для этого типа тканей. Например, использование промотора мышечной КФК при м введении приводит к десятикратного увеличения синтеза антител и индукции Т-клеточного ответа, чем использование аналогичной ДНК-вакцины с CMV промотором. Также высокую эффективность в миоцитах показал промотор гена десмина, кодирующего один из белков цитоскелета. Для повышения экспрессии ДНК-вакцины в кератиноцитах (клетки эпителиальной ткани) используют промоторы гена металотионеину (белок, связывающий тяжелые металлы) или гена гидроксилазы витамина D 3.
Уровень инициации транскрипции, как правило, повышается за счет использования мощного промотора и энхансер, а особенности терминации могут стать ограничивающим фактором. Эффективность полиаденилирования и процессинга первичного РНК-транскрипта меняется в зависимости от последовательности polyA-сигнала. То есть, последовательность полиаденилирование влияет на синтез антигена. Например, широко используемый polyA-сигнал вируса SV40 имеет меньшую эффективность чем сигнал полиаденилирования гена β-глобина кролика или гена гормона роста быка.
Для эффективной трансляции мРНК млекопитающих должна так называемую последовательность Козак. Вставка этой последовательности в ДНК-конструкцию может существенно увеличивать уровень синтеза антигена. Чтобы РНК-полимераза НЕ проскочила стоп-кодон гена и не состоялся синтез удлиненного протеина, который не сможет потом приобрести правильной укладки, ген можно заканчивать двойным стоп-рубежом.
При конструировании ДНК-вакцины также пытаются оптимизировать ее кодоны. Процедура оптимизации означает замену кодонов в последовательности гена таким образом, чтобы аминокислотная последовательность белка без изменений, но увеличивалась эффективность трансляции его мРНК. Причиной является то, что большинство аминокислот кодируются более чем одним рубежом. Каждый кодон имеет свою тРНК и представленность различных тРНК в клетке неодинакова, причем она также варьирует в зависимости от вида организма. Кодоны подбирают таким образом, чтобы наличие нужной тРНК при синтезе антигена не стала лимитирующим фактором.
Оптимизация антигена
Хотя сила иммунного ответа коррелирует с уровнем экспрессии ДНК-вакцины, однако для каждого антигена существует определенное плато, после которого увеличение количества антигенного протеина повышать продукцию антител. В то же время, достичь более сильной иммунной реакции можно за счет оптимизации антигена. Например, путем объединения антигена с лигандом к определенному рецептора антиген-презентуя клетки. Таким лигандом может быть маркерный белок CD40, внеклеточный домен Fms-образной тирозинкиназы-3 или антиген-4 Т-киллеров. За счет взаимодействия лиганд-рецептор повышается эффективность захвата антигенного протеина АПК.
Облегчение деградации антигена в Протеасома или лизосома также стимулировать иммунную реакцию. Для усиления протелиотичного расщепления антигена, в его последовательность встраивают сигнал убиквитинування Ошибка цитирования: Неправильный вызов: тег ref без названия должен иметь входные данные. Использование ДНК-вакцин, кодирующие вместо целого антигена, несколько эпитопов различного происхождения, позволяет значительно расширить спектр иммунного ответа.
Для противоопухолевых ДНК-вакцин эффективна комбинация «опухолевый антиген + вирусный или бактериальный антиген». Например, сочетание опухолевого антигена с эпитопом токсина столбняка значительно повышает активацию Т-киллеров против раковых клеток.
Включение адъювантов
При применении традиционных вакцин для повышения иммунного ответа к ним добавляют адъюванты. ДНК-вакцина имеет бактериальное происхождение, поэтому она сама является иммуностимулятором. Для усиления иммунного ответа в ДНК-вакцину встраивают гены адъюванта или применяют дополнительную плазмиду, которая кодирует иммуностимулирующие белки.
Иммуностимулирующее действие бактериальных CpG динуклеотидов
Функция плазмиды не ограничивается доставкой генов в клетки. Еще в 1893 году было обнаружено, что смесь бактериальных лизатов уменьшает прогрессирование раковых опухолей, однако только в 1983 установили, что иммуностимулирующие свойства лизата обусловленные молекулами ДНК бактерии. В 1995 году показали, что стимуляция иммунитета вызвана CpG-мотивами бактериальной ДНК. У бактерий, а также ДНК-вирусов, эти мотивы являются неметилованимы. В организме человека и высших приматов, наоборот, цитозин в составе большинства CpG-динуклеотидов содержит метильную группу. Поэтому неметиловани CpG-мотивы воспринимаются человеческим организмом как патагенасоцийовани молекулярные паттерны (PAMP, pathogen-associated molecular patterns). Рамри-соединения распознаются Toll-подобными рецепторами, которые в зависимости от типа лиганда, разделяют на несколько типов. Неметиловани CpG-мотивы распознает рецептор TLR-9, расположенный на мембранах эндоплазматического ретикулума В-лимфоцитов, дендритных клеток и натуральных киллеров. Связывание рецептора с неметилованимы CpG-мотивами запускает каскад реакций, в результате которого индуцируется синтез провоспалительных цитокинов — интерферона-1 и IL-12.
Экспрессия цитокинов и других иммуномодуляторов
Для ДНК-вакцинации в качестве адъювантов чаще всего применяют гены цитокинов. Цитокины — это класс белковых молекул, регулирующих межклеточные и межсистемные взаимодействия в организме, в частности, функционирование иммунной системы. Все цитокины, а их известно более 30 могут модулировать иммунный ответ. Цитокины IL2, IL-12, интерферон γ, IL-15, IL-18 и IL-23 оказывают стимулирующее влияние на Т-хелперы первого класса. К цитокинов, модулируют действие Т-хелперов второго класса, относятся: IL-4, IL-5, IL-6, IL-10 I IL-13. Тип цитокина подбирают согласно того, какой тип иммунного ответа хотят усилить.
Добиться повышения иммунного ответа можно с помощью хемокинов. Хемокины — это семейство цитокинов, которые способны вызвать хемотаксис чувствительных к ним клеток, в том числе и иммунных. В частности, рецепторы к хемокинов является на антигенперезентуючих клетках хемокинов. Связывание Хемокиновые со своим рецептором приводит к эндоцитоза комплекса антиген-хемокин внутрь АПК. Эта стратегия эффективно используется как при разработке противовирусных ДНК-вакцин, так и противоопухолевых.
Функцию адъюванта также может выполнять белок HSP70 (heat-shock proteins, белки теплового шока). Иммуностимулирующее действие HSP70 основано на его способности выходить во внеклеточное пространство и связываться с рецепторами АПК. Механизм транспорта HSP70 наружу пока окончательно не выяснен, но скорее всего существует несколько путей — экзоцитоз, секреция наружу или выход через канал. Связывание HSP70 со своим рецептором приводит к активации дендритных клеток, опосредует презентацию антигена и стимулирует продукцию хемокинов. Поскольку антиген слит с HSP70, он также попадает во внеклеточное пространство, поэтому может презентоваться по пути МЧС-II и активировать В-клетки. Во избежание аутоиммунных реакций для ДНК-вакцин используют бактериальный ген HSP70.
Преимущества и недостатки ДНК-вакцин
Метод ДНК-вакцинации обладает рядом преимуществ, наиболее важной из которых является запуск как гуморального, так и клеточного иммунного ответа. Вакцины на основе ДНК обеспечивают долговременную экспрессию антигена и, соответственно, устойчивую иммунный ответ. К дополнительным факторам, способствующим развитию ДНК-иммунизации, относят простоту и низкую стоимость производства вакцины.
| Преимущества | Недостатки |
|---|---|
|
|
Применение ДНК-вакцин
Первые клинические исследования ДНК-вакцин, вместе безопасностью нового метода, продемонстрировали его низкую эффективность. Понимая перспективность ДНК-иммунизации, научные лаборатории вместе с биотехнологическими компаниями направили свои усилия на оптимизацию нового метода, и уже через несколько лет удалось добиться значительного прогресса. В 2005 году первая ДНК-вакцина получила разрешение FDA (англ. Food and Drug Administration) для применения на животных. По состоянию на 2013 г.. Больше ста ДНК-вакцин проходят клинические испытания и четыре ДНК-вакцины лицензированы для использования в животноводстве.
ДНК-вакцины в ветеринарии
Все четыре одобрены FDA вакцины созданы на основе плазмид. Для трех из них рекомендован производителем способ введения — внутримышечно, для вакцины LifeTide® — инъекция, соединенная с электропорации. Если остальные вакцин направлена на активацию иммунитета, то для вакцины LifeTide® иммуностимулирующее действие является дополнительной. Продукт вакцины — Соматолиберин, гормон стимулирующий высвобождение гипофизом гормона роста и пролактина. Действие последних двух гормонов у свиней приводит к росту массы животных и увеличение количества выводке. Вместе с тем, введение животным плазмиды, кодирующей Соматолиберин, стимулирует выработку Т-лимфоцитов, натуральных киллеров, следовательно увеличивает иммунный сопротивление организма.
| Торговое название вакцины | Год лицензирования | Мишень | Животное | Продукт вакцины | Цель создания вакцины |
|---|---|---|---|---|---|
| West Nile-Innovator® (США) | 2005 | Вирус лихорадки Западного Нила | Лошади | Структурный белок вируса PreM-E | Защита против вируса |
| Apex-IHN® (Канада) | 2005 | Возбудитель инфекционного некроза гемопоэтической ткани | Рыбы семьи Лососевые | Вирусный гликопротеин | Повышение количества и качества продовольствия рыбы |
| LifeTide® SW 5 (Австралия) | 2008 | Гормон роста | Свиньи и другая домашний скот | Соматолиберин свиньи | Увеличение выводке у свиноматок; значительно снижает снижение перинатальной смертности и заболеваемости |
| ONCEPT® (США) | 2010 | Меланома | Собаки | Тирозиназы человека | Как альтернатива лучевой терапии и операционном вмешательству при лечении меланомы |
Перспективы ДНК-вакцинации
Противоопухолевые ДНК-вакцины
В то время как индукция клеточного и гуморального иммунного ответа убедительно продемонстрирована для чужеродных антигенов, ассоциированных с инфекционными заболеваниями, применение ДНК-вакцин для лечения рака до сих пор было менее успешным. Индукция эффективного противоопухолевого иммунитета является сложной задачей. Клинические исследования подтвердили общую безопасность и низкую токсичность противоопухолевых ДНК-вакцин, однако эффективность вызванной ими иммунного ответа оказалась слабой, а противоопухолевая активность, в некоторых случаях, вообще сомнительна.
ДНК-вакцины против вирусных и бактериальных возбудителей
ДНК-вакцина против кариеса
Причиной кариеса является локальное изменение pH в результате брожения (гликолиза) углеводов, осуществляемого бактериями. Учеными из Уханська Института вирусологии (Китай) была разработана ДНК-вакцина направлена против одного из возбудителей кариеса — Streptococcus mutans. Вакцина построена на основе плазмиды и кодирует два белка: поверхностный протеин St. mutans PAc и флагелин, полученный из бактерии Salmonella, который выполняет роль адъюванта. На стадии доклинических исследований вакцину через нос вводили лабораторным грызунам, после чего у животных проверяли уровень иммуноглобулинов G в сыворотке крови и секреторных иммуноглобулинов А в слюне. После проведенных исследований ученые выяснили, что уровень иммунных белков и в крови, и в слюне повышался, но, что важнее, при этом тормозился рост колоний Streptococcus mutans на зубной эмали. То есть, зубы вакцинированных животных были лучше защищены от кариеса.
ДНК-вакцины и лечения аутоиммунных заболеваний
ДНК-вакцина против диабета 1 типа
Сахарный диабет типа 1 характеризуется потерей инсулин-продуцирующих бета-клеток, расположенных в островках Лангерганса поджелудочной железы. Главная причина потери бета-клеток — аутоиммунное поражение Т-киллерами. Для того, чтобы защитить бета-клетки от гиперактивного функции иммунной системы, ученые из Стэнфордского (США) и Лейденского (Нидерланды) университетов, разработали ДНК-вакцину BHT-3021. Вакцина создана на основе плазмиды и кодирует предшественник инсулина — проинсулин. Это вакцина обратной силы: если обычные вакцины должны активировать иммунные реакции, то BHT-3021, наоборот, нейтрализует цитотоксическое действие Т-киллеров направленную против островков Лангерганса.
В первой фазе клинических испытаний BHT-3021 показала свою эффективность на группе 80 человек. Половина из них каждые семь дней в течение 12 недель получала внутримышечные инъекции BHT-3021, а вторая половина — плацебо. По истечении этого срока группа, которая получала вакцину, продемонстрировала повышение уровня С-пептидов в крови, что свидетельствует о восстановлении функции бета-клеток. Никаких серьезных побочных эффектов у одного из участников зафиксировано не было. Действие вакцины сохранялась в течение 2 месяцев.
Методика, разработанная учеными из Калифорнийского Университета в Ирвине (University of California, Irvine) под руководством доктора Питера Донована (Peter Donovan) и основанная на комбинации двух известных способов манипулирования с эмбриональными стволовыми клетками, позволяет вдвое увеличить эффективность доставки ДНК в человеческие эмбриональные стволовые клетки.
Современные методы введения ДНК в чЭСК с помощью химической трансфекции, нуклеофекции и электропорации обладают серьезным недостатком – низкой эффективность. Доставка в чЭСК генетического материала с помощью вирусной инфекции более результативна, но имеет много нежелательных последствий для стволовых клеток и не может быть названа полностью безопасной с медицинской точки зрения, если клетки предназначены для дальнейшей трансплантации.
Новая методика, основанная на комбинации нуклеофекции отдельной стволовой клетки и оптимизированного метода селекции полученных трансгенных колоний, обеспечивает своевременную и стабильную экспрессию трансгенов в клетках. Нуклеофекция заключается в образовании пор в клеточной мембране с помощью электрических импульсов и последующего внедрения в клетку ДНК.
Кроме интересующего гена, модифицирующая ДНК-конструкция несет ген, позволяющий легко отслеживать трансформированную клетку, - например, ген, кодирующий зеленый флюоресцирующий белок (humanized Renilla green fluorescent protein, hrGFP). Такой способ маркировки клеток дает возможность наблюдать за перемещением трансформированных клеток при их трансплантации животным.
Потенциально этот метод мог бы оказаться полезным для терапии моногенных заболеваний, вызванных мутациями одного гена во всех клетках больного человека. По данным Всемирной Организации Здравоохранения, более 10 000 болезней человека имеют моногенную природу. Миллионы людей во всем мире страдают моногенными заболеваниями, к которым относится болезнь Хантингтона, серповидноклеточная анемия, гемофилия и муковисцидоз.
Новый метод расширит возможности манипулирования чЭС клетками, позволит моделировать болезни человека и находить подходящие лекарства. С помощью этой методики ученые смогут корректировать генетические нарушения в стволовых клетках и использовать здоровые клетки в регенеративной медицине.
Колония чЭС клеток, экспрессирующая зеленые флюоресцирующие белки hrGFP .
Статья Hohenstein KA et al. «Nucleofection Mediates High-efficiency Stable Gene Knockdown and Transgene Expression in Human Embryonic Stem Cells» доступна в on-line версии журнала Stem Cells с 6 марта 2008.
Доцент кафедры химического машиностроения в Virginia Tech Чан Лу (Chang Lu). (Фото: Virginia Tech)
Доцент кафедры химического машиностроения Технологического университета Вирджинии (Virginia Tech ) Чан Лу (Chang Lu) и его исследовательская группа из инженеров-химиков нашли, как «значительно улучшить» доставку в клетку генетического материала - ДНК . Статья с описанием их работы опубликована в главном журнале по микрофлюидике Lab on a Chip , а также в Nature .
Конечная цель доктора Лу заключается в применении разработанного ими метода в области создания генетически модифицированных клеток для иммунотерапии рака , лечения стволовым клетками и регенерации тканей.
Один из наиболее широко используемых физических методов доставки генов в клетку является «невероятно неэффективным, потому что проницаемой является только небольшая часть от общей поверхности мембраны», считает доктор Лу.
Метод, к которому обратился Лу, называется электропорацией , по названию известного в течение десятилетий феномена увеличения проницаемости клеток в результате приложения к ним электрического поля, приводящего к образованию крошечных пор в их мембране.
Доктор Лу объясняет механизм действия усовершенствованного им и его коллегами метода электропорации таким образом: «Обычные методы электропорации доставляют ДНК только через очень ограниченную часть поверхности клетки, определяемую физическими явлениями, управляющими взаимодействиями между электрическим полем и клеткой. Наш метод позволяет достичь равномерной доставки ДНК через всю поверхность клетки, что, насколько нам известно, продемонстрировано впервые. Результатом является огромное увеличение объема передачи генетического материала».
В новом подходе используются «гидродинамические эффекты, которые возникают только тогда, когда потоки жидкости перемещаются по изогнутым каналам. Известно, что при таких условиях поток образует вихри. Переносимые таким потоком клетки вращаются, и воздействию электрического поля подвергается бо льшая часть площади их поверхности». Доставка генов с помощью потоков в изогнутых каналах имеет значительные преимущества по сравнению с традиционно используемой электропорацией в статичных растворах и прямых каналах.
«Спиральный канал дает двукратное увеличение по сравнению с прямым и еще большее по сравнению со статичным раствором», - поясняет ученый.
С помощью флуоресцентной микроскопии ученые смогли «картировать» подвергшиеся электропорации области на поверхности клетки и определить степень поступления в нее ДНК.
Фото с сайта Lab on a Chip
Обычная доставка ДНК с использованием кюветного типа устройств со статичной клеточной суспензией идет только в узкой полосе поверхности клетки. Если же электропорация проводится на клетках, плывущих в спиральном или изогнутой канале, изображения значительно отличаются, демонстрируя равномерное распределение переноса ДНК по всей поверхности клетки.
